Ocena zmian morfologicznych w tkankach okołoprotezowych po alloplastyce stawów biodrowych oraz kolanowych

Infekcje okołoprotezowe to jedne z najczęstszych i najbardziej destruktywnych powikłań po zabiegu alloplastyki stawów. Mimo że częstość tego problemu szacuje się na mniej więcej 1–2% po alloplastykach pierwotnych, ok. 4% po alloplastykach rewizyjnych [2] oraz 20–25% po zabiegach megaprotez [3], to pięcioletnie przeżycie pacjentów z infekcją okołoprotezową jest gorsze niż w przypadku raka prostaty i piersi [4]. Co więcej, biorąc pod uwagę coraz większą liczbę wykonywanych zabiegów tego typu oraz starzenie się społeczeństwa, problem z roku na rok staje się coraz bardziej poważny [5]. 
Ma na to wpływ kilka czynników – przede wszystkim trudności diagnostyczne oraz ograniczona możliwość skutecznego i trwałego wyleczenia infekcji. Nic więc dziwnego, że zainteresowanie tym tematem w środowisku ortopedycznym rośnie, a złożoność problemu prowadzi do potrzeby tworzenia zespołów wielodyscyplinarnych (multi-disciplinary team – MDT). Wiele doniesień i publikacji udowodniło, że taka współpraca jest najlepszą drogą do poprawy wyników leczenia [6, 7]. Wśród członków takiego zespołu nie może zabraknąć doświadczonego patomorfologa, który odgrywa istotną rolę na etapie diagnostyki.
O skali trudności w zakresie diagnostyki infekcji okołoprotezowych świadczy fakt, że do dziś brak jednej, zunifikowanej, definicji tego problemu, a wiele towarzystw i instytucji międzynarodowych opracowało swoje własne kryteria diagnostyczne. Wśród nich największą rolę odgrywają trzy główne kryteria opracowane przez: 

• Musculoskeletal Infection Society (MSIS) [8], 
• The International Consensus Meeting on Periprosthetic Joint Infection (ICM Philly) [9], 
• European Bone & Joint Infection Society (EBJIS) [10]. 

Wszystkie one analizują wyniki badań laboratoryjnych, badanie płynu stawowego, badanie mikrobiologiczne, jak również badanie histopatologiczne. Jest to w praktyce bardzo użyteczne narzędzie, ponieważ nie tylko pozwala na zdiagnozowanie lub wykluczenie infekcji okołoprotezowej, ale również umożliwia poddanie analizie tkanek okołoprotezowych w kierunku innych stanów chorobowych. Na tej podstawie prof. Krenn i jego zespół opracowali i opublikowali Consensus Classification of Joint Implant Related Pathology [1]. Dzięki temu powstało narzędzie nie tylko pozwalające różnicować infekcję od braku infekcji, ale również umożliwiające rozpoznanie artrofibrozy czy niepożądanych reakcji tkankowych. Jest to niezmiernie ważne szczególnie w sytuacjach wątpliwych, kiedy obraz radiologiczny, kliniczny i laboratoryjny nie daje pewności, czy doszło do infekcji, czy np. do reakcji tkanek na niestabilność implantu lub obecność drobnych
cząstek. 
W pracy przedstawiono klasyfikację zmian tkankowych stawów po zabiegach endoprotezoplastyki z uwzględnieniem własnej dokumentacji fotograficznej z bieżących przypadków.

Klasyfikacja histopatologiczna (system SLIM)

Tkankowy mechanizm powstawania powikłań po zabiegach alloplastyki jest wieloczynnikowy. W trakcie zabiegu błona maziowa pokrywająca staw (synovium) zostaje usunięta częściowo lub w całości, a po zakończeniu leczenia dochodzi do formowania w jej miejsce tzw. neo-synovium. Struktura ta jest zlokalizowana na pograniczu endoprotezy oraz zachowanego fragmentu kości. Torebka stawowa oraz tkanki okołoprotezowe są określane łącznie jako synovial-like interface membrane (SLIM) [1].
W celu ujednolicenia rozpoznań prof. Veit T. Krenn oraz jego zespół stworzyli Consensus Classification of Joint Implant Related Pathology. W klasyfikacji tej wyróżniono następujące typy zmian histopatologicznych w błonie maziowej oraz tkankach okołostawowych [1, 26]:

• wear-induced synovitis – SLIM I,
• infection-induced synovitis – SLIM II,
• mixed synovitis – SLIM III,
• indifferent synovitis – SLIM IV,
• prosthesis-induced arthrofibrosis – SLIM V,
• adverse local tissue reactions to implant wear particles – SLIM VI,
• local osseous pathologies – SLIM VII.
   

Przygotowanie histotechnologiczne i diagnostyka histopatologiczna materiału tkankowego odbywa się na podstawie rutynowych zasad uwzględnionych w wytycznych PTP [27]. Wycinki pobrane przez ortopedę umieszczone w pojemniku z formaliną zbuforowaną o stężeniu 10% [27] są wysyłane niezwłocznie do zakładu patomorfologii. Materiał tkankowy jest rejestrowany. Następnie podlega ocenie makroskopowej przez lekarza patomorfologa, po czym jest pobierany w całości lub w części (zależnie od wielkości) do badania histopatologicznego. 
Wycinki podlegają zautomatyzowanemu procesowi technologicznemu – są zatapiane w blokach parafinowych, a skrawki na szkiełkach wybarwiane metodą podstawową hematoksyliną i eozyną (HE) są oceniane mikroskopowo. Patomorfolog w części przypadków poza barwieniem HE zleca wykonanie badań dodatkowych metodami histochemicznymi (np. błękit pruski, oil red O) lub immunohistochemicznymi (badanie na przeciwciała CD15, CD68). 
Odczyny/metody uzupełniające wykonuje się na skrawkach z odpowiednich bloków parafinowych, na podstawie szczegółowych protokołów w automatach barwiących. Rozpoznanie patomorfologiczne zmian histologicznych w błonie maziowej oraz tkankach okołostawowych odbywa się według kryteriów systemu SLIM.

SLIM I

Zapalenie to najczęściej jest związane z poluzowaniem składowych endoprotezy, a z powodu przedostawania się cząsteczek substancji tworzących endoprotezę do otaczających tkanek dochodzi do akumulacji makrofagów oraz komórek olbrzymich [1, 26].
W cytoplazmie komórek olbrzymich znajdują się zazwyczaj cząsteczki duże (o wielkości powyżej 5 μm), podczas gdy mniejsze cząsteczki (o średnicy ok 1 μm) stwierdza się w cytoplazmie makrofagów. 
W wycinkach można zaobserwować także rozproszone limfocyty i plazmocyty oraz obszary martwicy włóknikowatej otoczonej przez palisadujące fibroblasty i makrofagi, co daje obraz przypominający nieco guzki reumatoidalne [1]. 
Aby rozpoznać SLIM typu I, naciek z makrofagów i komórek olbrzymich musi obejmować co najmniej 20% powierzchni badanego preparatu [1, 26]. 
Badanie histopatologiczne w celu diagnostyki rodzaju cząsteczek zawartych w cytoplazmie komórek nacieku zapalnego może być kluczowe do ustalenia przyczyny dysfunkcji endoprotezy. Przed badaniem histopatologicznym patomorfolog powinien mieć informacje na temat rodzaju zastosowanej protezy, jej składu chemicznego, a także przebiegu zabiegu operacyjnego. Odpowiednie ustalenie rodzaju obserwowanych cząsteczek ułatwia standaryzowany algorytm, który może być użyty w diagnostyce wraz z klasyfikacją SLIM [1].
Cząsteczki są możliwe do zaobserwowania w barwieniu hematoksyliną i eozyną. Te o wielkości powyżej 1 μm mogą być dzielone ze względu ich cechy morfologiczne (kolor, kształt, wielkość). Mniejsze cząsteczki można zaobserwować, jeżeli występują w skupiskach, jednak znacznie utrudniona jest ocena ich przynależności do poszczególnych grup [23]. W diagnostyce pomocna może być obserwacja w świetle spolaryzowanym lub barwienia histochemiczne (np. błękit pruski, oil red O) [1, 15].

Cząsteczki polietylenowe

Stanowią one dość różnorodną grupę cząsteczek, szczególnie pod względem wielkości. Najmniejsze z nich mogą mieć średnicę mniejszą niż 1 μm, podczas gdy największe mogą osiągać nawet kilka milimetrów [17]. Algorytm cząsteczek dzieli je ze względu na wielkość na:

• mikrocząsteczki – średnica do 5 μm, fagocytowane przez makrofagi,
• makrocząsteczki – średnica od 5 μm do 100 μm, fagocytowane przez komórki olbrzymie,
• supermakrocząsteczki – średnica powyżej 100 μm, otoczone przez komórki olbrzymie.

Diagnostyka mikrocząsteczek potrafi być znacznie utrudniona ze względu na ich mały rozmiar (mogą jedynie odpowiadać za szarawe zabarwienie cytoplazmy makrofagów i komórek olbrzymich). Pomocne w tych przypadkach jest barwienie red oil O [15], nie jest ono jednak swoiste dla cząsteczek polietylenowych i jego dokładna interpretacja może nie być możliwa, gdy w badanych wycinkach znajdują się inne rodzaje cząsteczek [1]. 
Makrocząsteczki tworzą polimorficzne, szarawe struktury znajdujące się w cytoplazmie komórek olbrzymich. 
Supermakrocząsteczki są najłatwiejsze do zaobserwowania pod mikroskopem świetlnym, a część z nich może być widoczna nawet gołym okiem. Najczęściej są one wielokątne i otoczone przez komórki olbrzymie. W niektórych przypadkach komórki te mogą całkowicie otaczać daną cząsteczkę, co prowadzi do powstania wakuoli, która oddziela cząsteczkę od otaczających tkanek. Takie wakuole potrafią mieć nawet kilka milimetrów długości i najczęściej obserwuje się je w wycinkach ze stawu kolanowego [1].

Cząsteczki metaliczne

Etiologia tego typu cząsteczek jest złożona. Ze względu na sposób ich powstawania dzieli się je na dwie szerokie grupy:

• cząsteczki nieżelazne konwencjonalne – w obrazie mikroskopowym mają barwę od czarnej po niebieską, wielkość – w zakresie od 0,1 μm do 100 μm. Wykazują znaczne różnice w kształcie – mogą być owalne, wrzecionowate lub wielokątne. Obecnie odchodzi się od stosowania endoprotez zbudowanych z żelaza i jego stopów, zamiast niego wykorzystuje się tytan, tantal, molibden, glin, nikiel, chrom, kobalt i wanad [23, 24]; 
• cząsteczki nieżelazne korozyjne – powstają w drodze reakcji elektrochemicznych, których etiologia jest złożona i zależna od rodzaju materiału tworzącego endoprotezę, jej ustawienia, a nawet sposobu aktywności pacjenta. Są one trudne do zaobserwowania w mikroskopie świetlnym. Ich wielkość waha się od mniej niż 10 nm do 100 nm. Mogą mieć żółtą bądź zielonkawą barwę [1]. Znajdują się w cytoplazmie makrofagów, głównie w fagosomach i lizosomach.

Cząsteczki ceramiczne

Cząsteczki te mogą przyjmować różną wielkość – od rzędu kilku nanometrów do kilku mikrometrów. 
W przypadku pokruszenia materiału ceramicznego tworzącego powierzchnię stawową endoprotezy możliwe jest występowanie nawet cząsteczek o średnicy kilku milimetrów. Charakteryzują się one dużą zmiennością kształtów – mogą być owalne, okrągłe aż po wielokątne z ostro zaznaczonymi brzegami. Ich barwa również wykazuje dużą różnorodność – od odcieni koloru żółtego, przez zieleń, szarość, aż po czerń. 
W standardowej diagnostyce histopatologicznej rozróżnienie pomiędzy cząsteczkami ceramicznymi a metalicznymi jest praktycznie niemożliwe [1]. Kluczowa jest znajomość składu chemicznego materiałów, z których zbudowana jest dana endoproteza.

Cząsteczki cementu

Są to cząsteczki polimerowe, które zazwyczaj się rozpadają i są wypłukiwane podczas procesowania materiału histopatologicznego, dlatego nie jest możliwa ich bezpośrednia ocena w mikroskopii świetlnej. Pozostałościami po nich w preparatach są najczęściej policykliczne przestrzenie mogące przypominać wakuole, otoczone przez liczne komórki olbrzymie.

SLIM II

Zapalenie to jest związane z zakażeniem, do którego dochodzi najczęściej drogą krwiopochodną lub w wyniku przedostania się czynnika zakaźnego poprzez zanieczyszczenie endoprotezy w trakcie zabiegu operacyjnego [1, 12]. Najczęstszym czynnikiem etiologicznym zakażeń są gronkowce, w szczególności Staphylococcus aureus i Staphylococcus epidermidis [3, 13].
W rzadkich przypadkach może się rozwinąć infekcja prątkami lub grzybicza [19]. 
Do rozpoznania czynnika etiologicznego może posłużyć badanie histochemiczne, które jest stosowane głównie w infekcjach prątkami oraz zakażeniach grzybiczych. Możliwe jest także typowanie konkretnych mikroorganizmów metodą PCR, jednak w tym przypadku charakteryzuje się ona niską czułością. 
Klinicznie ten typ zapalenia może się objawiać gorączką, zaczerwienieniem skóry w okolicy stawu oraz ograniczeniem ruchomości w danym stawie [21]. 
W badaniu histopatologicznym w SLIM typu II charakterystyczny jest naciek złożony z granulocytów obojętnochłonnych (polymorphonuclear leukocytes – PMN). Histologicznie SLIM typu II dzieli się na [1]:

• zapalenie niskiego stopnia (low-grade) – charakteryzuje się głównie przewlekłym naciekiem zapalnym, słabo nasilonym wysiękiem włóknikowym (może być nieobecny), utratą nabłonka maziówkowego, obrzękiem, reaktywną proliferacją naczyń krwionośnych, tworzeniem się ziarniny zapalnej oraz delikatnie wyrażonym naciekiem zapalnym z PMN,
• zapalenie wysokiego stopnia (high-grade) – jego cechą charakterystyczną jest obfity naciek zapalny z PMN i tworzenie mikroropni lub ropni.

Podstawą rozpoznania zapaleń low-grade jest ocena ilości neutrofilów w przeliczeniu na duże pole widzenia (high-power field – HPF). W toku przeprowadzonych badań nie ustalono jednego standardowego kryterium liczby PMN, która jednoznacznie umożliwia rozpoznanie infekcji [10]. Wartości, po których możliwe jest takie rozpoznanie, są zależne od liczby ocenianych pól widzenia. Przykłady kryteriów obejmują m.in. [13, 16]:

• powyżej 2 PMN na 1 HPF w 10 następujących po sobie polach widzenia,
• powyżej 3 PMN na 1 HPF,
• co najmniej 23 PMN w 10 następujących po sobie polach widzenia.

Czułość tych kryteriów diagnostycznych jest różna i waha się między 73% a 100%, natomiast wszystkie charakteryzują się wysoką swoistością, sięgającą powyżej 97% [16]. 
W jednym z przeprowadzonych badań ustalono, że przy ocenie według kryterium ≥23 PMN/10 HPF istnieje największa zgodność pomiędzy badaniem histopatologicznym, mikrobiologicznym a objawami klinicznymi, dlatego to właśnie kryterium jest zalecane w diagnostyce histopatologicznej zapaleń low-grade [18]. 
W przypadkach gdy oznaczenie liczby PMN w barwieniu HE jest utrudnione, można się posłużyć badaniem immunohistochemicznym wykrywającym antygen CD15 [18], który w normalnych warunkach jest obecny w komórkach linii szpikowej oraz aktywowanych limfocytach B i T. W granulocytach odczyn ten jest cytoplazmatyczny, ziarnisty i charakteryzuje się większą intensywnością, co może ułatwiać różnicowanie PMN od makrofagów, w których odczyn ten jest mniej intensywny, ale za to bardziej jednorodny [20]. Ocenę ilości komórek wykonuje się w jednym dużym polu widzenia (powiększenie: 20×, powierzchnia pola widzenia: 0,26 mm2) na obszarze z największym nasileniem nacieku zapalnego. W tym przypadku czułość wynosi 87%, swoistość – 90%. Uwidocznienie co najmniej 50 komórek CD15-dodatnich pozwala na rozpoznanie SLIM typu II [20].

SLIM III

To zapalenie łączy cechy zapalenia wywołanego cząsteczkami pochodzącymi z endoprotezy oraz zapalenia infekcyjnego. W obrazie histologicznym można zaobserwować naciek granulocytów obojętnochłonnych i makrofagi zawierające w cytoplazmie cząsteczki. 
W diagnostyce tego typu zapalenia stosuje się takie same kryteria jak w SLIM typu I i II.

SLIM IV

Ten typ zapalenia pojawia się najczęściej u pacjentów, u których w przeszłości wystąpił uraz konkretnego stawu i nie spełnia on kryteriów wymaganych do rozpoznania SLIM typu I lub II. 
Histologiczne charakteryzuje się obecnością bogatej w kolagen tkanki łącznej, której głównymi komórkami są fibroblasty. Część z nich może zawierać w cytoplazmie hemosyderynę. Można zaobserwować pojedyncze PMN, ale w liczbie niepozwalającej na rozpoznanie infekcji tkanek okołostawowych. W niektórych przypadkach są widoczne także makrofagi oraz komórki olbrzymie, ale zajmują one mniej niż 20% powierzchni preparatu, co nie upoważnia do rozpoznania SLIM typu I.

SLIM V

Klinicznie ten typ zapalenia charakteryzuje się znacznym ograniczeniem ruchomości w stawie oraz dość intensywnymi dolegliwościami bólowymi [24]. Najczęściej dotyczy on stawu kolanowego, gdzie dochodzi do znacznego zwłóknienia w tkankach okołostawowych. 
Histologicznie SLIM typu V dzieli się na trzy stopnie w zależności od stopnia komórkowości materiału oraz liczby fibroblastów dodatnich w odczynie immunohistochemicznym na beta-kateninę w jednym dużym polu widzenia (HPF, powiększenie 400×). Liczba ponad 20 fibroblastów dodatnich na beta-kateninę pozwala z dość dużym prawdopodobieństwem rozpoznać SLIM typu V (swoistość 87%), ale charakteryzuje się niską czułością (72%) [25]. Klasyfikacja tego typu zapalenia obejmuje podział trójstopniowy: 

• stopień I (grade I) charakteryzuje się obecnością luźnej tkanki łącznej z niewielką liczbą fibroblastów i przypomina obrazem błonę maziową charakterystyczną dla SLIM II, 
• stopnie II i III (grade II, grade III) charakteryzują się zwiększającą się komórkowością [1].

SLIM VI

To grupa zapaleń związanych z nieprawidłową reakcją tkanek okołostawowych na endoprotezę. Może wynikać z toksycznego oddziaływania materiału tworzącego endoprotezę na tkanki lub z alergii/nadwrażliwości na dany materiał. 
Obecnie nie jest możliwe całkowite ustalenie etiologii niepożądanej reakcji tkanek. Część reakcji organizmu może mieć podłoże mieszane i wykazywać jednocześnie komponent toksyczny i alergiczny. 
W badaniu mikroskopowym wyróżnia się trzy histologiczne typy zapaleń:

• naciek zapalny, złożony z makrofagów oraz bardzo niewielkiej liczby limfocytów (mogą w ogóle nie zostać uwidocznione),
• naciek mieszany, złożony z makrofagów i limfocytów z niewielką domieszką plazmocytów, eozynofilów i komórek tucznych,
• zapalenie ziarniniakowe z odczynem mieszanokomórkowym. 

Charakterystyczne dla grupy zapaleń są procesy bogate w eozynofile oraz komórki tuczne, podczas których dochodzi do tworzenia centrów rozmnażania zlokalizowanych okołonaczyniowo. Może to wskazywać na alergiczną przyczynę zapalenia.

SLIM VII

To zmiany obejmujące tkankę kostną znajdującą się w bezpośrednim sąsiedztwie endoprotezy. Zalicza się do nich: 

• ogniskową osteopenię lub kostnienie, 
• nieinfekcyjną osteolizę (wywołaną najczęściej przez cząsteczki polietylenowe pochodzące ze składowych endoprotezy) [22], 
• infekcyjną osteolizę (wywołaną przez czynnik zakaźny), 
• ostre zapalenie kości i szpiku kostnego. 

W przypadku aseptycznej osteolizy w obrazie histopatologicznym można stwierdzić intensywny przewlekły naciek zapalny złożony głównie z makrofagów obładowanych cząsteczkami ze składowych endoprotezy. Mogą one tworzyć masę i otaczać położony centralnie obszar martwicy. Zwiększona jest także aktywność osteoklastów odpowiadających za resorpcję tkanki kostnej okolicy okołostawowej.

Podsumowanie

Diagnostyka zapaleń stawów według kryteriów SLIM u pacjentów po zabiegu alloplastyki pozwala na dokładniejsze ustalenie przyczyny dysfunkcji endoprotezy, umożliwia prowadzenie odpowiedniej opieki pooperacyjnej nad pacjentem, a także jego dalsze leczenie i rehabilitację. Diagnostyka histopatologiczna tkanek ze stawów pobranych od pacjentów, u których przeprowadzono wcześniej zabieg alloplastyki, odgrywa kluczową rolę w ocenie przyczyny dysfunkcji endoprotezy i terapeutycznego podejścia w reoperacji. Ocena morfologiczna jest jedną ze składowych tego procesu, ponieważ istotna jest korelacja wyniku badania histopatologicznego z wynikami badań obrazowych, laboratoryjnych, mikrobiologicznych, alergologicznych i biomechanicznych.

Piśmiennictwo:

1. Krenn V., Morawietz L., Perino G. et al. Revised histopathological consensus classification of joint implant related pathology. Pathol-Res Pract 2014; 210: 779–786. 
2. Izakovicova P., Borens O., Trampuz A. Periprosthetic joint infection: current concepts and outlook. EFORT Open Rev 2019; 4: 482–494. 
3. Gonzalez M.R., Pretell-Mazzini J., Lozano-Calderon S.A. Risk factors and management of prosthetic joint infections in megaprostheses – a review of the literature. Antibiotics 2023; 13: 25. 
4. Kurtz S.M., Lau E.C., Son M.S. et al. Are we winning or losing the battle with periprosthetic joint infection: trends in periprosthetic joint infection and mortality risk for the medicare population. J Arthroplasty 2018; 33: 3238–3245. 
5. Tsaras G., Osmon D.R., Mabry T. et al. Incidence, secular trends, and outcomes of prosthetic joint infection: a population-based study, Olmsted County, Minnesota, 1969–2007. Infect Control Hosp Epidemiol 2012; 33: 1207–1212. 
6. Hanssen J.L.J., Van Der Linden H.M.J., Van Der Beek M.T. et al. Implementation of multidisciplinary team decisions on the management of complex bone and joint infections: an observational study. BMC Musculoskelet Disord 2025; 26: 64. 
7. Sires J.D., Pham K., Daniel S. et al. A multi-disciplinary approach for the management of prosthetic joint infections: an Australian perspective. Malays Orthop J 2022; 16: 41–45. 
8. Parvizi J., Zmistowski B., Berbari E.F. et al. New definition for periprosthetic joint infection: from the workgroup of the Musculoskeletal Infection Society. Clin Orthop 2011; 469: 2992–2994. 
9. Parvizi J., Tan T.L., Goswami K. et al. The 2018 definition of periprosthetic hip and knee infection: an evidence-based and validated criteria. J Arthroplasty 2018; 33: 1309–1314.e2. 
10. McNally M., Sousa R., Wouthuyzen-Bakker M. et al. The EBJIS definition of periprosthetic joint infection: a practical guide for clinicians. Bone Jt J 2021; 103-B: 18–25. 
11. Feldman D.S., Lonner J.H., Desai P. et al. The role of intraoperative frozen sections in revision total joint arthroplasty. J Bone Joint Surg Am 1995; 77 (12): 1807–1813.
12. Marculescu C.E., Berbari E.F., Cockerill 3rd F.R. et al. Unusual aerobic and anaerobic bacteria associated with prosthetic joint infections. Clinical Orthopaedics and Related Research 2006; 451: 55–63.
13. Gallo J., Kolár M., Novotný R. et al. Pathogenesis of prosthesis-related infection. Biomed Pap <ed Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub 2004; 147 (1): 27–35. 
14. Fink B., Gebhard A., Fuerst M. et al. High diagnostic value of synovial biopsy in periprosthetic joint infection of the hip. Clin Orthop Relat Res 2013; 471 (3): 956–964.
15. Hansen T., Otto M., Buchhorn G.H. et al. New aspects in the histological examination of polyethylene wear particles in failed total joint replacements. Acta Histochem 2002; 104 (3): 263–269.
16. Pandey R., Drakoulakis E., Athanasou N.A. An assessment of the histological criteria used to diagnose infection in hip revision arthroplasty tissues. An assessment of the histological criteria used to diagnose infection in hip revision arthroplasty tissues. Journal of Clinical Pathology 1999; 52 (2): 118–123.
17. Feldman D.S., Lonner J.H., Desai P. et al. The role of intraoperative frozen sections in revision total joint arthroplasty. J Bone Joint Surg Am 1995; 77 (12): 1807–1813.
18. Morawietz L., Tiddens O., Mueller M. et al. Twenty-three neutrophil granulocytes in 10 high-power fields is the best histopathological threshold to differentiate between aseptic and septic endoprosthesis loosening. Histopathology 2008; 54 (7): 847–853. 
19. Marculescu C.E., Berbari E.F., Cockerill 3rd F.R. et al. Fungi, mycobacteria, zoonotic and other organisms in prosthetic joint infection. Clin Orthop Relat Res 2006; 451: 64–72.
20. Krenn V., Kölbel B., Wienert S. et al. A new algorithm for histopathological diagnosis of periprosthetic infection using CD15 focus score and computer program CD15 Quantifier. Traumatology and Orthopedics of Russia 2015; 21 (3): 76–85.
21. Shohat N., Goswami K., Tan T.L. et al. Fever and erythema are specific findings in detecting infection following total knee arthroplasty. J Bone Jt Infect 2019; 4 (2): 92–98.
22. Kadoya Y., Kobayashi A., Ohashi H. Wear and osteolysis in total joint replacements. Acta Orthop Scand Suppl 1998; 278: 1–16.
23. Perino G., Sunitsch S., Huber M. et al. Diagnostic guidelines for the histological particle algorithm in the periprosthetic neo-synovial tissue. BMC Clin Pathol 2018; 18: 7.
24. Abdul N., Dixon D., Walker A. et al. Fibrosis is a common outcome following total knee arthroplasty. Sci Rep 2015; 5: 16469.
25. Ruppert M., Theiss C., Knöß P. et al. Histopathological, immunohistochemical criteria and confocal laser-scanning data of arthrofibrosis. Pathol Res Pract 2013; 209 (11): 681–688.
26. Morawietz L., Classen R.A., Schröder J.H. et al. Proposal for a histopathological consensus classification of the periprosthetic interface membrane. J Clin Pathol 2006; 59 (6): 591–597.
27. Marszałek A., Grajkowska W., Szumiło J. et al. Wdrażanie standardów akredytacyjnych w jednostkach diagnostyki patomorfologicznej. Wskazówki i zalecenia. Kraków 2022. https://pol-pat.pl/wp-content/uploads/2023/01/jdp_cmj_cz2_wskazowki_interaktywny.pdf